Le noyau interphasique
I. Généralités
Décrit par Brown en 1831, le noyau en interphase se présente en microscopie optique, après coloration, comme une masse plus ou moins ovoïde bien distincte de 10 à 20 µ, aux affinités tinctoriales particulières, cernée par une membrane, et qui représente environ 6% du volume cellulaire. C'est probablement l'organite dont l'organisation et le fonctionnement sont les plus complexes et les moins bien connus, bien que son étude ai bénéficiée des progrès de la microscopie électronique depuis les années 50, et surtout depuis les décennies 70-90 des avancées des techniques de la génomique et de la microscopie en fluorescence (en particulier l'observation des cellules vivantes par le microscope confocal à lumière laser).
Le noyau des cellules humaines
renferme sous forme de compartiments chromosomiques hautement
organisé les 92 molécules d'ADN (6x10^9 nucléotides)
correspondant aux 46 chromosomes dont la longueur totale est
de 1,8 mètre. La molécule d'ADN y est associée aux protéines
histones autour desquelles elle s'enroule pour former la
chromatine. Le génome nucléaire est séparé du cytoplasme par
une enveloppe formée de deux feuillets membranaires
interrompus par des pores, structures complexes contrôlant le
trafic des molécules entre le noyau et le cytoplasme. Le noyau
renferme également des centaines de protéines (dont beaucoup
restent à identifier) qui contribuent à l'architecture
nucléaire et constituent la machinerie moléculaire assurant le
fonctionnement du génome. De nombreux complexes
macromoléculaires qui associent protéines et acides nucléiques
participent à la transcription des gènes, et forment des
structures granulaires ponctuant la surface du noyau : Ces
sont les corps nucléaires identifiables en microscopie
électronique et en microscopie optique par immunofluorescence.
Enfin au sein du noyau la microscopie optique individualise le
NUCLEOLE, masse sphérique compacte et proéminente, dont l'ultrastructure
a été élucidée par les techniques de microscopies
électroniques. Le nucléole riche en ribonucléoprotéines est le
site de la biogénèse des ribosomes, mais il participe sans
doute également plus ou moins directement à
d'autres mécanismes comme la protéosynthèse ou la régulation
de l'activité de certaines protéines.
II. Morphologie
A. Colorations standard
L'observation du noyau en
microscopie courante (histologique et cytologique) est
réalisée sur des cellules fixées après application d'une
solution colorante sélective dont le type est l'HEMATOXYLINE
ALUN (sel d'aluminium). Dans cette technique l'hématéine
(colorant acide jaune pale) acquiert une couleur rouge par
fixation d'un ion aluminium (le mordant). En solution basique
le complexe appelé LAQUE NUCLEAIRE se fixe sur le noyau par
l'intermédiaire de liaisons covalentes entre l'aluminium et
les groupements phosphate de l'ADN, et colore la chromatine en
bleu. L'affinité du noyau (en fait des acides nucléiques en
raison de l'électronégativité des groupes phosphates de l'ADN
et de l'ARN) pour un colorant basique est appelée BASOPHILIE.
Un autre colorant sélectif couramment utilisée pour
l'observation du noyau des cellules sanguines (cytologie
hématologique) et des chromosomes (cytogénétique) est l'éosinate
de bleu de méthylène (coloration de MAY GRÜNWALD) associé à l'éosinate
d'azur de méthylène (coloration de GIEMSA). Dissociés par
l'eau neutre les cations d'azur et de bleu de méthylène se
fixent sur les acides nucléiques, alors que la molécule acide
qu'est l'éosine se fixe sur les groupes électropositifs des
protéines (ACIDOPHILlE) des noyaux et des chromosomes. Il en
résulte une coloration violet-pourpre de ces structures qui
sont dites NEUTROPHILES en raison de leur double affinité
tinctoriale.
La basophilie des acides nucléiques a été utilisée dans le TEST de BRACHET pour la mise en évidence de l'ADN et de l'ARN. Il utilise le vert de méthyle qui colore la chromatine (noyau) en rouge, et la pyronine qui colore l'ARN (cytoplasme) en vert. La spécificité de ces colorations est attestée par leur suppression par un traitement préalable des cellules par une DNAse (qui dégrade l'ADN) ou une RNAse (qui dégrade l'ARN).
B. Caractères élémentaires
Ces simples colorations permettent
d'identifier des aspects morphologiques importants des noyaux
en microscopie optique (aux grossissements de X200 à X1000)
qui contribuent à identifier la nature des cellules et à
reconnaître certains caractères pathologiques (en particulier
associés au cancer).
La forme du noyau varie selon le type cellulaire, son stade de
différentiation et son état fonctionnel. Il peut être arrondi
(dans les cellules lymphoïdes, les neurones, les hépatocytes),
ovoïde (dans les cellules musculaire, les fibroblastes, les
entérocytes), anguleux (dans les cellules myéloïdes), encoché
("clivé", dans les cellules lymphoïdes selon leur stade de
différentiation), polylobé (dans les polynucléaires) ou encore
convoluté, segmenté, voire serpentiforme (dans les cellules
monocytaires).
La taille du noyau des cellules humaines évaluée par son
diamètre est en moyenne de 5 à 6 µ. Elle dépend du stade de
différentiation, les cellules immatures (par exemples les
neuroblastes ou les myéloblastes) ayant un noyau plus
volumineux. Le rapport entre le volume du cytoplasme et celui
du noyau (Vn/Vc) des cellules constituant un tissu normal est
homogène, ce qui reflète leur uniformité fonctionnelle. Ce
RAPPORT NUCLEO-CYTOPLASMIQUE (RNC) est couramment évalué en
cyto-histologie par le rapport des surfaces pour apprécier la
normalité des cellules. Il est en règle inférieur à 0,15 dans
les cellules adultes, à l'exception des lymphocytes dont le
rapport est de l'ordre de 0,8.
La position du noyau dépend du type et de l'activité des
cellules. Ilvpeut être central (lymphocytes, cellules des
glandes endocrines), périphérique (cellules musculaires,
adipocytes), ou refoulé à la base de la cellule par le
matériel de sécrétion (cellules exocrines, cellules
muqueuses). Enfin le nombre est variable. Il existe en général
un noyau par cellule, mais certaines cellules sont binuclées
(hépatocytes, cellules cardiaques, cellules de l'épithélium
urinaire), voire plurinuclées (ostéoclastes renfermant 30 à 50
noyaux).
C. Altérations morphologique de la cellule cancereuse
La présence d'anomalie des
caractères morphologiques du noyau est un critère majeur pour
le diagnostic de cancer.
Les cellules malignes se caractérisent par une augmentation de
la taille nucléaire (macronucléose correspondant à un diamètre
de 10-12 µ), et par un RNC élevé. De plus au sein de la tumeur
la taille des noyaux est hétérogène (ANISOCARYOSE). La
membrane nucléaire est épaissie et ses contours sont
irréguliers. L'aspect de la chromatine est également anormal.
Elle est peut apparaître fine et dispersée, ou grossière
repartie en mottes irrégulières, dense et fortement colorée (HYPERCHROMA
TISME). Il peut exister plusieurs noyaux et les nucléoles sont
multiples, volumineux et irréguliers.
D. Morphométrie quantitative
L'importance des atypies
nucléaires pour la classification, le diagnostic et le
pronostic des cancers, et les progrès du traitement des images
a conduit à la mise au point de systèmes de quantification des
paramètres de la morphologie des noyaux. Dans ces systèmes les
images des noyaux d'une préparation histologique ou
cytologiques sont saisies par une caméra à haute définition
(fixée sur le microscope), digitalisées et segmentées. Les
données numériques sont traitées par des programmes dont les
algorithmes analysent de .multiples paramètres nucléaires
globaux et régionaux tels que les dimensions, la surface, les
contours, la densité optique, mais aussi des caractéristiques
( "subvisuelles" telle la texture de la chromatine. Les
données obtenues sur un grand nombre de noyaux de cellules
normales et cancéreuses sont traitées par une analyse
discriminante qui sélectionne les paramètres les plus
informatifs du "faciès") nucléaire, et définit un seuil
statistique permettant d'assigner les noyaux des cellules d'un
tissu à l'un des deux groupes « normal» ou «cancer». De plus
les anomalies des paramètres nucléaires sont corrélées au
degré des aberrations du génome des cellules malignes.
III.
Mesure du contenu en ADN : notion de ploïdie
A. La ploïdie
La ploïdie est la valeur définissant le contenu d'un noyau en ADN ou en chromosomes.
A.1. Valeur-C
Le contenu en ADN du noyau d"une cellule gamétique humaine est
de 3 pg, ce qui correspond au complément chromosomique de 23
chromosomes. Cette valeur dite « C » ( "C " pour complément)
définit la quantité d'ADN d'un génome HAPLOIDE. Exprimée en
paires de bases (pb) la Valeur-C est utilisée pour exprimer la
longueur du génome des différentes espèces, 1 pg équivalent à
0,965X109 pb. Chez l'homme C = 3 pg = 3,3 X 109 pb.
Le contenu du noyau d'une cellule somatique adulte normale
quiescente qui contient 6 pg et 46 chromosomes est DIPLOIDE
(2C).
Au cours du cycle la cellule dupliquant son ADN en phase S, le
contenu en fin de S et en G2/M devient TETRAPLOIDE (4C).
Les noyaux dont le contenu en ADN est un multiple entier de la
valeur C sont EUPLOIDES. Il peuvent être haploïdes, diploïdes
ou POLYPLOIDES (triploïdes, tétraploïdes ...). Lorsque la
charge en ADN dévie des valeurs euploïdes, le noyau est
ANEUPLOIDE. Il pourra être par exemple hypodiploîde (2C-x) ou
hypertriploïde (3C+x).
A.2. Valeur-N : Elle exprime la
ploïdie chromosomique qui dépend d'un facteur qualitatif,
puisque déterminée par l'observation directe des chromosomes
ou de leurs séquences génomiques constitutives (par les
techniques de cytogénétiques moléculaires).
Une cellule somatique normale diploïde contient 2N = 46
chromosomes. En mitose après duplication de l'ADN cette valeur
reste égale à 2N puisque les 4 chromatides reliées deux à deux
par un centromère forment deux chromosomes homologues.
L'ANEUPLOIDIE chromosomique résulte aussi bien de la perte complète ou partielle d'un (MONOSOMIE) ou des deux (NULLOSOMIE) chromosomes d'une paire, que de leur duplication complète ou partielle (TRISOMIE, TETRASOMIE, ect).
Dans des cellules normales les
valeurs C et N sont équivalentes. Il n'en est pas de même dans
les cellules cancéreuses qui portent des aberrations complexes
du nombre et de la structure des chromosomes:
le noyau de ces cellules peut contenir une quantité diploïde
d'ADN, alors'
que le complément chromosomique aneuploïde. (2N +/- X)
est affecté d'altérations qui se compensent (gain et perte de
chromosomes ou de fragments chromosomiques de même taille) et
ne modifient pas significativement la valeur C.
B. Mesure du contenu nucléaire en ADN : cytométrie
Le contenu en ADN du noyau est
couramment évalué en pathologie ou en recherche par une
méthode appelée CYTOMETRIE. Cette méthode permet la mesure
relative de la charge en ADN d'une population de cellules par
quantification de la fluorescence émise par un fluorochrome
excité, dont le taux de fixation sur le noyau est
proportionnel à la valeur C (colorant ou sonde
stoechiométrique). Cette technique peu s'appliquer soit à des
cellules en suspension (CYTOMETRIE EN FLUX), soit à des
préparations sur lames de tissus ou de cellules (CYTOMETRIE
par
ANALYSE D'IMAGES).
B.1. Principes du cytomètre de flux
Les cellules fixées en suspension
(cellules sanguines ou cellules d'un tissu dissocié à la
concentration d'environ 106/ml) dont les noyaux ont été
colorés par un ou plusieurs fluorochromes, sont entrainées
dans un flux liquide (tampon salin). Elles traversent à la
file et à grande vitesse
(10 à 30 milles par seconde, séparées les une des autres par
au moins 1mm) une chambre de lecture en passant devant une
source lumineuse excitatrice focalisée (faisceau laser). Le
fluorochrome excité par une gamme de longueurs d'ondes de
photons correspondant à son spectre d'excitation émet un
signal fluorescent (photons, de longueurs d'ondes
correspondant au spectre d'émission) dont l'intensité est
proportionnelle au contenu du noyau en ADN. De plus chaque
cellule diffracte et absorbe la lumière laser. La lumière
diffractée/transmise et la fluorescence sont
filtrées et captées par un dispositif de photodétection.
Les signaux sont amplifiés,
digitalisés et traités par une unité informatique qui" calcule
"les paramètres caractérisant la population cellulaire. Les
résultats sont présentés sous forme d'histogramme de
distribution des intensités de la fluorescence dans les
sous-populations cellulaires. Par ailleurs la mesure de la
diffraction et de l'absorption lumineuse renseigne sur la
masse et la granulosité des cellules.
Certains cytomètres permettent de trier les cellules en
fonction de leur niveau de fluorescence (TRIEURS DE CELLULES
ACTIVES PAR LA FLUORESCENCE ou FACS, Fluorescence Activated
Cells Sorter). Dans ces systèmes lorsque le capteur détecte un
niveau de fluorescence prédéterminé (correspondant par exemple
aux cellules 4C), il applique une charge électrostatique à la
goutte liquidienne contenant la cellule sélectionnée qui est
ensuite déviée vers un réceptacle par deux
électrodes.
Plusieurs types de fluorochromes peuvent être utilisés pour colorer l'ADN en fonction du type de laser dont est équipé le cytomètre. Les spectres d'excitation de ces fluorochromes varient de 493 à 536 nm et leurs spectres d'émissions de 455 à 620 nm. Les plus courants sont les molécules se fixant spécifiquement sur les dimères de bases A- T comme le DAPI et le HOECHST 332 émettant dans le bleu-violet, ou elles s'intercalant entre les bases comme l'IODURE DE PROPIDIUM ou le BROMURE D'ETHIDIUM émettant dans le rouge.
La cytométrie fournit des valeurs
d'intensité de fluorescence en unités arbitraires, et né
permet donc pas la quantification absolue du contenu nucléaire
en ADN. Celui-ci doit donc être exprimé relativement à un
étalon interne normal diploïde. On utilise généralement des
lymphocytes ou des hématies (nucléées) de poulet ou de truite.
De plus à l'heure actuelle les cytométres sont équipés de 2 ou
3 lasers pouvant détecter jusqu'à 8 fluorochromes différents.
Il est donc possible, non seulement de quantifier le contenu
en ADN par les colorants nucléaires, mais de détecter
simultanément un ou plusieurs composants de la cellules
marqués par d'autres fluorochromes (plus d'une cinquantaine
disponible) aux spectres distincts, comme la FITC (Fluoresceine
Iso Thio Cyanate) absorbant dans le bleu et émettant dans le
vert (490/520 nm).
La méthode courante de détection des composants cellulaires
est celle de l'IMMUNOFLUORESCENCE. Elle consiste à incuber les
cellules en présence d'anticorps qui se fixent spécifiquement
sur la molécule cible, localisée le plus souvent à la surface
de la membrane (antigènes membranaires) mais qui peut être
également une protéine intra-cellulaire (les cellules devant
être préalablement perméabilisées). Cet anti-corps dit
«primaire» peut être couplé à un fluorochrome, le complexe
antigène-anticorps étant alors directement détecté
(IMMUNOFLUORESCENCE DIRECTE). Souvent c'est un anticorps
"secondaire" fluorescent dirigé contre le primaire (et produit
par une autre espèce) qui est utilisé pour augmenter
l'intensité du signal (IMMUNOFLUORESCENCE INDIRECTE).
Cette technique' est très utilisée en clinique pour caractériser par cytométrie les antigènes membranaires des cellules leucémiques (IMMUNOPHENOTYPAGE) .dans un but de classification diagnostique et pronostique. Il s'agit en fait d'une méthode générale qui permet de détecter par cytométrie ou de localiser dans des cellules ou des tissus par microscopie en fluorescence (épi-fluorescence ou laser) toute molécule contre laquelle des anticorps peuvent être produits. L'utilisation de cytomètres ou de microscopesmulti-canaux permet de détecter simultanément 3 ou 4 cibles différentes.
B.2. Résultats et applications
L'histogramme renseigne à la fois sur la ploïdie et sur la fraction des cellules dans les différentes phases du cycle cellulaire.
Ploïdie :
.
- Dans un tissu normal dont la majorité des
cellules est hors cycle un histogramme typique est constitué
d'un pic 2C des cellules en G1, suivi d'un épaulement
(cellules en S passant de 2C à 4C) et d'un pic minoritaire 4C
de cellules en G2/M.
Au contraire dans un tissu tumoral la présence de cellules
aneuploïdes voire polyploïdes se caractérise par un ou des
pics G1 et S-G2-M anormaux surnuméraires.
- La présence de pics aneuploïdes est un
élément important pour identifier les cellules cancéreuses ou
pré-cancéreuses. De plus pour de nombreux types de cancers le
degré d'aneuploïdie est corrélé à l'évolution de la tumeur, et
donc au pronostic. En clinique la ploïdie d'une tumeur est
exprimée par l'INDEX D'ADN (lA) qui est le rapport de la
valeur du (ou des) pics G1 des cellules malignes / la valeur
du pic G1 des cellules normales. Un lA = 1 correspond à des
cellules diploïdes (2C), alors que des chiffres de l'ordre de
2 indiquent une tétraploîdie, et une déviation par rapport aux
valeurs ~ 1 ou ~ 2 une aneuploïdie.
Cycle cellulaire :
Le traitement des histogrammes
(qui peuvent être complexes à cause entre autre du
recouvrement des pics) par des algorithmes informatiques
permet d'estimer la fraction des cellules dans les phases G1,
S et G2/M du cycle cellulaire.
Cependant la fraction des cellules en S est plus précisément
mesurée par l'incorporation de BrdU (Bromo déoxy Uridine). La
BrdU est un nucléoside analogue de la déoxyThymidine, dont le
groupe CH3 porté par le carbone 5 de la Thymine est remplacé
par un atome de brome. La BrdU administrée à des cellules en
culture ou injectée à animal, voire à l'homme, est incorporée
dans l'ADN au cours de la phase S et peut être détectée
par immunofluorescence. Le % des noyaux marqués par
l'anticorps anti-BrdU est définie comme l'INDEX DE MARQUAGE (lM),
qui représente le % cellules en phase S durant l'exposition à
la BrdU, et correspond à la fraction des cellules en
prolifération. La technique du double marquage permet de
coupler l'analyse de la ploïdie et de la cinétique cellulaire
(Figure 5). La discrimination des sous-populations cellulaires
en fonction de plusieurs autres marqueurs comme les antigènes
membranaires de différentiation (analyse multiparamétrique)
est également possible.
IV.
Organisation supra-moléculaire du noyau
A. Architecture des chromosomes
A.1. Architecture de Rabl
Dés le début du' XXème siècle les
observations de T. Boveri et C. Rabi avaient établi que la
position des chromosomes dans le noyau interphasique n'était
pas aléatoire.
La « configuration de Rabi» a été étudiée en détail dans les
cellules de la Drosophile par l'analyse de la distribution
statistique de dizaines de loci dans la sphère nucléaire. Dans
cette configuration polarisée qui préserve la géométrie des
chromosomes en anaphase, les télomères et les centromères sont
regroupés à des pôles opposés du noyau. De plus les fibres
chromosomiques entrent en contact avec la membrane nucléaire
par des centaines de points d'ancrage qui délimitent des
boucles d'une longueur de 1 à 2 Mb. Il résulte de ces
contraintes spatiales que les loci représentent des entités
spatiales distinctes qui occupent des régions préférentielles
du noyau. Des sondes télomériques et centromériques ont
également identifié cette configuration chez certains végétaux
et dans les cellules de la levure Saccharomyces cerevisae,
mais exceptionnellement dans les cellules de mammifères.
A.2. Territoires chromosomiques des mammifères
Dans les noyaux des cellules de
mammifères les centromères et les télomères sont détectés sur
toute la surface nucléaire, avec une prédominance
périphérique.
La technique FISH de « peinture chromosomique» et le
traitement des images digitalisées par des logiciels de
quantification et de reconstruction d'objets ont permis de
modéliser la topologie tridimensionnelle du génome.
Les chromosomes forment des domaines distincts, de formes
irrégulières grossièrement ovoïdes, sans chevauchement étendu:
les TERRITOIRES CHROMOSOMIQUES (TC). Les CT occupent des
positions préférentielles par rapport au centre du noyau
(distribution radiale). D'une façon générale la position
radiale des chromosomes humains est corrélée avec leur densité
et leur niveau moyen d'expression génique. Les chromosomes
ayant densité génique la plus faible et représentant une
fraction mineure du transcriptome (les 3, 4, 8, 10, 18, 13)
sont en position périphérique, alors que les chromosomes à
densité génique élevée qui représentent la fraction majeure du
transcriptome (les 16, 19, 20, 22) sont proches du centre. Ce
phénomène a été étudié en détails chez l'homme et 7 espèces de
primates supérieurs pour les chromosomes 18 et 19 (ou leurs
homologues chez les primates), dont les densités géniques sont
respectivement de 4 et 20 gènes par Mb. De façon
remarquablement consistante les CT des 18 ont été observés au
contact de la membrane nucléaire, .alors que ceux des 19
étaient en position centrale, ce qui souligne le rôle de cette
configuration conservée durant plus de 30 millions d'années
d'évolution dans l'organisation fonctionnelle du génome. Une
distribution radiale non aléatoire de plus d'une dizaine de
loci spécifiques dans plusieurs types de cellules humaines a
également été observée, dont ceux de gènes impliqués dans les
translocations chromosomiques associé~s aux cancers et
leucémies.
Par contre, il ne semble pas que les chromosomes homologues ou
hétérologues occupent en règle générale des positions
préférentielles les uns relativement aux autres. Pour une
distance radiale donnée les TC et des loci géniques sont en
règle distribués au hasard. Cependant, certains chromosomes
sont regroupés en une configuration stable dans laquelle ils
sont préférentiellement associés. C'est spécifiquement le cas
des chromosomes 1, 16, 17, 19 et 22 au centre du noyau. Cette
proximité pourrait favoriser les interactions fonctionnelles
entre les gènes portés par ces chromosomes ainsi que les
réarrangements entre loci voisins. La proximité des
chromosomes 19 et 22 qui portent respectivement le gène ABL et
BCR pourrait ainsi faciliter dans les cellules
hématopoïétiques la formation de la translocation réciproque
t(19;22) (constituant le chromosome de Philadelphie) et du
gène chimère BCRABL à l'origine de la leucémie myéloïde
chronique.
Il faut souligner que les caractéristiques de la distribution
spatiale des chromosomes sont des représentations
probabilistes et qu'elles ne permettent pas d'assigner de
coordonnées absolues à tel ou tel TC. La position d'un
chromosome varie considérablement de cellule en cellule en
raison de la plasticité de la chromatine. Elle dépend sans
doute du type cellulaire, ainsi que de la différentiation et
de l'état fonctionnel ou pathologique de la cellule, mais
égaiement de biais expérimentaux. Sa localisation dite.
préférentielle traduit en réalité une déviation statistiquement
significative, mais le plus souvent faible, par rapport à une
distribution aléatoire des positions relevées dans des
centaines de noyaux marqués.
A.3. Structure et dynamique des TC
Les TC en phases GO ou G1 sont des entités physiques stables
et distinctes, de forme irrégulière, présentant des surface
anfractueuses,
,dont les paramètres morphologiques (forme, volume et surface)
peuvent varier au cours du temps de 20 à 30 %.
L'étude en haute résolution des TC par microscopie confocale
et microscopie électronique a révélé une structure lacunaire
(<< spongieuse »). Les TC sont constitués d'une mosaïque de
domaines de chromatine convolutée plus ou moins condensée,
d'un diamètre de 300 à 450 nm, correspondant aux bras, aux
centromères et aux bandes chromosomiques. Ces domaines sont
limitées par un ESPACE
INTERCHROMATINIEN (EIC) virtuellement dépourvu d'ADN, qui
forme un réseau de canaux ramifiés qui entoure et parcourt les
TC, pour se terminer au niveau de domaines d'une taille
d'environ 1 Mb. Dans cet
espace se projettent des boucles de fibres de chromatine
décondensée ou dispersée émises par les domaines du TC. En
général les TC et les domaines sont séparés par un El, mais
ils peuvent être plus rarement en contact. Dans ces cas des
fibres s'étendent d'une entité dans l'autre sans jamais
fusionner.
La dynamique des TC et de loci
chromosomiques peut être actuellement analysée dans les
cellules vivantes pendant plusieurs dizaines d'heures, grâce à
un ensemble de techniques associant le marquage global ou
régional de la chromatine par la protéine GPF, la FISH, le «
photoblanchiement » et la chronophotographie.
Les TC des noyaux de cellules humaines sont globalement d'une
remarquable stabilité durant la presque totalité de
l'interphase. Du milieu de G1 à la fin de G2 ils présentent
des mouvements aléatoires de diffusion contrainte, confinés
dans un rayon d'environ 0,5 à 1 µm, soit un 1/500 à 1/1000 du
volume nucléaire. Par contre ces mouvements s'amplifient
considérablement en début de G1 probablement lorsque les
chromosomes rejoignent leur emplacement définitif après la
télophase. Ces constations ont été étendues à des sites
chromosomiques spécifiques, indépendamment de leurs densité
génique ou de la composition de leurs séquences d'ADN. La
proximité du nucléole ou de
la membrane nucléaire réduit le rayon des mouvements
chromatiniens, peut être en raison de l'encombrement stérique
de ces structures.
Des travaux récents suggèrent que les positions des TC
seraient globalement mais imparfaitement maintenues d'une
génération cellulaire à l'autre. Elles seraient transmises aux
cellules filles lors de la
ségrégation des chromosomes en mitose, par un mécanisme
conservateur imparfaitement fidèle et de nature inconnue.
Selon ce modèle, les fluctuations de l'ordre des chromosomes à
chaque mitose rendraient compte de la variabilité des
positions d'un TC dans différentes cellules. Une telle
mosaïque de configurations pourrait contribuer aux
fluctuations des profils d'expression géniques au sein d'une
même population cellulaire.
Si les TC sont remarquablement stables dans un type donné de
cellules humaines en culture, des mouvements chromosomiques de
grande amplitude ont été observés dans différentes
circonstances
expérimentales ou pathologiques, démontrant le rôle que peut
jouer la plasticité des compartiments nucléaires dans la
réponse cellulaire. Par exemple dans les fibroblastes humains
en culture le passage en phase GO (quiescence) s'accompagne
d'une relocalisation interne du chromosome 18, qui reprend sa
position périphérique lorsque les cellules prolifèrent de
nouveau. D'autre part dans des neurones des foyers corticaux
de sujets atteints de crise comitiales fatales, le chromosome
X est localisé au centre du noyau, alors qu'il périphérique au
contact de la membrane nucléaire dans les neurones normaux.
A.4. Domaines chromosomiques et transcription des gènes
Les gènes silencieux sur l'X
inactivé des femelles de mammifères sont localisés au centre
du TC, alors que les gènes actifs (environ 10%) sont en
périphérie. Cette observation suggère que pour être accessible
aux complexes de transcription un gène doit être positionné en
périphérie du TC.
En fait cette configuration résulte probablement de l'état
surcondensé de l'X inactif. En général les gènes peuvent être
transcrits dans toutes les régions des TC où ils sont
accessibles aux complexes protéiques de transcription. Ils
sont par contre préférentiellement Iocalisés au niveau d'une
zone de chromatine décondensée. Les régions de chromatine
portant plusieurs gènes fortement exprimés et participant à
une même fonction (comme les gènes du complexe majeur
d'histocompatibilité sur le chromosome 6 par exemple) peuvent
former des boucles relaxées qui se projettent à l'extérieur du
TC.
REPRODUCTION COMPLETE OU PARTIELLE INTERDITE